达能营养中心第十届学术研讨会论文集


张文青 张月明1

(山西医科大学第二医院,太原,030001;1新疆医科大学公共卫生学院,乌鲁木齐,830054)


摘要:目的研究抗性淀粉(RS)对2型糖尿病大鼠胰岛素抵抗的干预作用。方法将40只Wistar大鼠随机选取10只饲以基础饲料(正常对照组),其余30只食用红花油高脂饲料并进行腹腔链脲霉素(STZ)注射(模型组)。对诱导成2型糖尿病的大鼠随机分为三组,分别饲食高脂饲料(B组)、高脂RS饲料(C组)、单纯RS饲料(D组);原基础饲料组为A组。继续喂养5周,观察RS对大鼠糖脂代谢、胰岛素敏感指数影响及肝、肾组织病理学变化。结果与糖尿病对照组(B组)相比,RS干预组(C组、D组)糖耐量各时间点血糖值及曲线下面积比明显下降;血胰岛素水平显著降低,而胰岛素敏感指数显著升高;血脂各项指标下降;肝脂肪变性明显减轻,肝糖原合成增加。结论RS可改善糖尿病模型大鼠的糖脂代谢紊乱,提高胰岛素敏感性,具有拮抗或减轻胰岛素抵抗的作用。


关键词:胰岛素抵抗; 抗性淀粉; 糖尿病大鼠; 干预


糖尿病是对人类健康损害最大、耗费社会医疗资源最多的慢性病之一,将成为本世纪重大的公共卫生问题和社会问题。研究表明[1],胰岛素抵抗(insulin resistance, IR)在糖尿病的发生发展中起着极其重要的作用,并且在肥胖症、高血压和心脑血管疾病中扮演着重要角色,探讨IR的机制及其改善措施是近年来国内外研究的热点,也是防治2型糖尿病关键所在和最新治疗策略。为此,我们在前期实验已证实Hi-maize 1043抗性淀粉(resistant starch ,RS)可改善大鼠中红花油诱导的胰岛素抵抗的基础上[2],进一步观察RS对2型糖尿病大鼠IR的干预作用,为RS的临床应用提供实验和理论依据。


1 材料与方法
1.1 动物与饲料
1.1.1 动物来源
Wistar雄性大鼠40只,体重170~190克,清洁级,由新疆医科大学实验动物中心提供。
1.1.2 饲料
由中国医学科学院实验动物研究所配制,分为基础饲料(N)、高脂饲料(F)、高脂RS饲料(HS)和单纯RS饲料(LFS)4种,均为化学纯合饲料,配方如表1。高脂饲料和高脂RS饲料中蛋白质、碳水化合物和红花油提供的能量之比为15/26/59[3]。 基础饲料根据AIN-93标准[4]配制,用Hi-maize 1043替代基础饲料的部分玉米淀粉即为单纯RS饲料,两者均不含红花油。Hi-maize 1043抗性淀粉由国民淀粉上海有限公司提供,是一种玉米来源的天然淀粉。


1.1.3 分组和喂养
根据体重随机选取10只大鼠饲以基础饲料(正常对照组),其余30只食用高脂饲料(模型组),饲养10周后,模型组大鼠进行腹腔链脲霉素(STZ)注射,72小时后进行葡萄糖耐量试验(GTT),并取3只正常大鼠、4只模型大鼠麻醉处死,取胰腺作病理切片。对空腹血糖大于7.8mmol/L和餐后 2h血糖大于11.1mmol/L的大鼠,按体重和胰岛素敏感指数均衡原则随机分为三组,每组7只,分别饲食高脂饲料(B组即糖尿病对照组)、高脂RS饲料(C组即高脂RS干预组)、单纯RS饲料(D组即单纯RS干预组);原基础饲料组为A组(正常对照组)。继续喂养5周后,再次进行GTT试验,并测量血脂、血胰岛素,观察RS对2型糖尿病大鼠的干预作用。



1.2 测量指标与方法
1.2.1 葡萄糖耐量试验(GTT):试验前1日晚8时,动物禁食。试验当日晨7时,称重后经尾尖采空腹血,测血糖及血胰岛素。20%葡萄糖溶液灌胃(10ml/kg.bw),并开始计时,于灌胃后15、30、60、90和120min分别采血。采用美国雅培公司生产的“安妥”血糖仪进行测量血糖,糖耐量曲线下面积比(AUC)采用几何面积相加法。
1.2.2 血胰岛素:放射免疫法,试剂盒由北方生物技术研究所生产,美国产DPL Gambyt CR 10放免仪。
1.2.3 胰岛素敏感性指数:根据李光伟方法[5],计算胰岛素敏感性指数(ISI)。计算方法为: ISI等于空腹血糖与空腹胰岛素乘积的倒数。
1.2.4 血脂:经尾尖采血,自然凝固后分离血清,用BECMAN全自动生化分析仪测定总胆固醇(TC)、甘油三脂(TG)、高密度脂蛋白胆固醇(HDL-C)、低高密度脂蛋白胆固醇(LDL-C)。 1.2.5 胰腺病理切片
高脂饲料喂养10周后,取3只正常大鼠、4只模型大鼠麻醉处死,取胰腺用10%甲醛固定,常规石蜡包埋,HE染色,Olympus PM-10AD生物显微镜观察摄影。
1.2.6 肝、肾组织病理切片
实验末大鼠处死后,取肝组织用纯酒精固定,常规石蜡包埋,肝糖原染色;取肾组织用10%甲醛固定,常规石蜡包埋,六胺银染色,Olympus PM-10AD生物显微镜观察摄影。
1.3 统计学方法
采用spss for windows 11.0软件进行统计分析。实验数据均采用x-±s表示,组间比较采用one-way ANOVA方差分析。

2 结果
2.1 2型糖尿病大鼠模型的建立
模型组30只大鼠饲用红花油高脂喂养10周后,腹腔注射STZ(溶于0.1M的柠檬酸缓冲液,pH4.4;注射体积:10 ml/kg;注射剂量:25mg/kg;STZ浓度:2.5mg/ml)[6],大鼠禁食12小时尾尖采血,进行OGTT试验。结果发现,高脂组动物的空腹血糖均在10mmol/L以上,餐后2h血糖均在20mmol/L以上,并有多食、多饮、多尿,体重明显下降表现(结果见表2)。胰腺病理切片显示(见图1):正常大鼠胰岛结构完整、胰岛内细胞形态结构正常,无异常物质沉积;模型大鼠胰岛内细胞形态结构破坏,细胞核数量减少,有粉红色淀粉样物质沉积。此为2型糖尿病的胰岛病变,故此认为已在大鼠中诱导出2型糖尿病。

2.2 RS对大鼠体重(BW)的影响(见表2)

经高脂饲料喂养加腹腔注射STZ后,2型糖尿病模型大鼠体重明显低于对照组(p<0.05)。经5周的RS干预喂养后,各糖尿病组大鼠的体重依然明显低于对照组(A组)(p<0.05),C组大鼠体重虽然低于A组,但却显著高于B组和D组(p<0.05)。


2.3 RS对大鼠葡萄糖耐量与曲线下面积比
的影响(见表3)


经5周RS干预饲养,RS干预组(C组、D组)大鼠糖耐量各时间点血糖值较糖尿病对照组(B组)明显下降(p<0.05),比正常对照组(A组)升高,但无统计学意义(p>0.05)。糖耐量曲线下面积比(AUC)C组、D组大鼠较B组显著降低(p<0.05),与A组比较无差异。C、D两组之间各指标未产生差异。


2.4 RS对大鼠血胰岛素(FIN)及胰岛素敏感指数(ISI)的影响(见表4)


从表4数据可见,实验末RS干预组(C组、D组)大鼠血胰岛素水平与糖尿病对照组(B组)相比显著降低(p<0.05),与A组比较无差异。胰岛素敏感指数C组、D组大鼠较B组显著升高(p<0.05),与A组比较无差异。C、D两组相比未产生差异。

2.5 RS对大鼠血脂的影响(见表5)
RS干预5周后,干预组(C组、D组)大鼠血总胆固醇(TC)、甘油三脂(TG)浓度显著低于糖尿病对照组(B组)(p<0.05),但与A组无差异。低密度脂蛋白胆固醇(LDL-C)干预组显著低于B组并高于A组(p<0.05)。高密度脂蛋白胆固醇(HDL-C)干预组(C组、D组)较B组有所升高,但无统计学意义。C、D两组相比上述各指标均无显著差异。
2.6 肝、肾组织病理学观察(见图2、3)
肝组织病理切片观察:A组大鼠肝细胞形态结构正常,胞浆内粉红色肝糖原丰富;B组大鼠肝细胞有明显的变性、肿胀,胞浆内粉红色肝糖原消失;C组大鼠肝细胞变性、肿胀较B组明显减轻,肝糖原较B组明显增加,肝细胞胞浆内可见脂肪滴存在;D组大鼠个别肝细胞胞浆内有少量脂肪滴外,细胞索排列整齐,肝糖原较B组丰富。
肾组织病理切片观察:A组大鼠肾小球毛细血管基底膜及血管系膜无增生,血管腔无狭窄;B组大鼠肾小球毛细血管基底膜增厚,血管系膜增生,肾小囊变宽;RS干预组(C组、D组)大鼠基底膜及血管系膜增生较B组有所减轻。


3 讨论
胰岛素抵抗(IR)及胰岛β细胞功能的缺陷乃为2型糖尿病发病的病理学基础。在IR早期,胰岛细胞代偿性分泌过多的胰岛素,产生高胰岛素血症,此时血糖可完全控制正常。但随着IR加剧,即使额外分泌大量胰岛素也不能抑制空腹及餐后血糖的升高,最后胰岛β细胞终因长期高血糖的毒性作用,负荷过重而衰竭。2型糖尿病患者胰岛素水平正常或升高,但其血糖水平得不到有效控制,表现为糖耐量异常,空腹血糖升高,高脂血症等IR特征。此外,2型糖尿病由于IR胰岛β细胞分泌更多的胰岛素来代偿,胰岛素β链分解产物增加,在胰岛内形成较多的淀粉样物质沉淀。本实验所用动物模型符合以上特点,表明2型糖尿病大鼠模型制作是成功的。

2型糖尿病IR主要表现在肝脏、肌肉和脂肪组织,肝脏IR表现为肝糖原输出增加,是引起空腹高血糖的主要原因。本实验干预组大鼠肝糖原较糖尿病对照组明显增加,表明RS可减少肝糖原分解,减少肝糖原输出,减轻肝脏胰岛素抵抗,使血糖下降。其机制可能为:RS能抵抗淀粉酶的消化,基本上完全通过小肠进入大肠,结肠中完全发酵重吸收的特殊代谢方式,使餐后血糖以缓慢而持续的速度增加。RS也是一种不溶性纤维,没有粘滞性,在结肠微生物的作用下发酵,释放出有代谢活性的短链脂肪酸(主要是乙酸、丙酸和丁酸)。这些短链脂肪酸可被结肠上皮细胞利用和通过肝门静脉进入血循环,影响脂肪组织中的脂肪分解、肝脏糖异生和胰岛素分泌[7]。最新研究显示[8、9],门静脉的短链脂肪酸浓度增加对肝脏代谢有影响,如增加肝细胞与胰岛素结合。丙酸有胰岛素样作用,可刺激糖酵解、激活离体肝细胞的糖原合成、减少糖异生,从而降低血糖。本实验结果符合以上观点。
IR存在时,肝脏正常的生理活动受到影响,使游离的脂肪酸(FFA)及TG合成增多,而FFA和TG又会降低胰岛素的敏感性,从而造成脂质代谢紊乱的恶性循环。2型糖尿病伴发高脂血症的机制在于其存在着IR,而IR可以直接导致脂代谢紊乱[10]。首先,脂肪细胞膜上受体对胰岛素敏感性下降,使抗脂的作用减弱,大量的脂肪酸释放入血,为TG合成提供了丰富的原料。其次,肝脏脂蛋白酯酶活性降低,肝脏摄取极低密度脂蛋白(VLDL)代谢的残粒减少,TG清除障碍;同时,VLDL-C向HDL-C的转化受阻,导致HDL- C降低。再次,LDL的载脂蛋白E(ApoE)糖化,使LDL-C经其受体途径清除作用减弱。因此,脂质代谢紊乱常以TC、TG增高,HDL-C水平降低,LDL-C和VLDL-C水平升高为特征[7、3]。本实验中首先采用红花油高脂饲料喂养大鼠诱导出胰岛素抵抗,再联合小剂量STZ腹腔注射造成2型糖尿病大鼠模型,模型组大鼠血糖、TC、TG、LDL-C明显增高,HDL-C明显降低,其血脂含量改变与实验理论相吻合,符合临床2型糖尿病特征。当经过RS干预实验5周后,干预组大鼠TC、TG及LDL-C较对照组明显降低,HDL-C较对照组有所升高。故此认为RS具有改善2型糖尿病大鼠脂代谢紊乱的作用。
本实验所采用的反映胰岛素敏感性的指标为ISI[11],与世界公认的金指标“胰岛素钳夹技术”高度相关,但又较其简便易行,实验结果显示,RS可明显提高糖尿病模型大鼠的ISI,从而增加胰岛素敏感性,降低胰岛素抵抗。
参考文献
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